Молекулярная диагностика туберкулеза в России

Портал PCR.NEWS 26 апреля провел вебинар «Молекулярная диагностика туберкулеза». Ведущие российские специалисты рассказали о зарегистрированных молекулярно-генетических методах выявления туберкулеза, определения лекарственной устойчивости микобактерий туберкулезного комплекса, разработке тест-систем и особенностях их применения, а также о новом взгляде на патогенез заболевания.

Ведущий вебинара Игорь Мокроусов, заведующий лабораторией молекулярной эпидемиологии и эволюционной генетики в НИИ эпидемиологии и микробиологии им. Пастера, напомнил, что туберкулез остается значимой проблемой российского и мирового здравоохранения. Он входит в число десяти основных причин смертности и является основной причиной смертности от инфекционных заболеваний, опережая ВИЧ/СПИД. Кроме того, растет число случаев туберкулеза с множественной лекарственной устойчивостью (МЛУ ТБ). Поэтому необходимо развивать молекулярную диагностику инфекции.

По мнению Игоря Мокроусова, молекулярная диагностика туберкулеза должна включать не только выявление возбудителя, но также определение генетических факторов его лекарственной устойчивости и генотипирование. Доклад Мокроусова «Молекулярная эпидемиология туберкулеза. Эпидемические кластеры Mycobacterium tuberculosis в России» прозвучал первым на вебинаре.


Вводная часть доклада была посвящена истории туберкулеза, факторам, влияющим на структуру M. tuberculosis в локальной популяции, и методам молекулярной диагностики, которые используются в последние 25 лет. Среди последних Игорь Мокроусов назвал типирование IS6110-RFLP, VNTR-типирование, сполиготипирование и секвенирование. Первые три можно отнести к устаревающиим, а секвенирование — к современным. С помощью полногеномного секвенирования можно выявлять как нейтральные маркеры, так и мутации, приводящие к лекарственной устойчивости.

В структуре M. tuberculosis выделяется восемь крупных филогенетических линий, которые подразделяются на более мелкие генетические семейства и клональные кластеры. Отдельные генетические варианты M. tuberculosis имеют неодинаковую клиническую значимость. Игорь Мокроусов подробно остановился на эпидемически значимых российских кластерах M. tuberculosis — клональных кластерах, входящих в Восточно-Азиатскую и Евро-Американскую линии.

В России 35–65% региональных популяций M. tuberculosis представлены пекинским генотипом (Beijing) — представителем Восточно-Азиатской линии. Штаммы современной сублинии Beijing циркулируют по всему мир, а Beijing B0/W148 считается «успешным» российским штаммом. Этот штамм сильно ассоциирован с МЛУ, что является одной из причин его успешности. Кроме того, в геноме Beijing B0/W148 обнаружена делеция, которая потенциально приводит к повышенной вирулентности. Другой российский генотип — Beijing CAO. Для него выявлены сильная ассоциация с МЛУ и наличие компенсаторных мутаций. Такие мутации компенсируют нарушение приспособленности бактерий в результате других мутаций и могут способствовать успеху штамма. Древние штаммы Beijing составляют 14% всех Beijing в Западной Сибири. Эти штаммы мультирезистентны.

ПомимоBeijing в России представлены штаммы Евро-Американской линии, а именно кластера LAM. Для некоторых его сублиний показана мультирезистентность. В Евро-Американской линии также выделяется ветка Ural. Она считается специфичной для Урала, однако исследование Игоря Мокроусова показало, что штаммов Ural больше в Северном Причерноморье. Генотип Ural не ассоциировался с МЛУ, но с 2012 года начали выявлять МЛУ-штаммы, а в 2018 году в полногеномном исследовании выявили пред-ШЛУ (ШЛУ — с широкой лекарственной устойчивостью) субтип.

Игорь Мокроусов отметил, что особенности «успешности» штаммов, представляющих эпидемические клоны M. tuberculosis, могут определяться накоплением мутаций в патогенетически значимых локусах. Так, в российских штаммах наблюдается кластер-специфическое накопление SNP в локусах, связанных с адаптацией возбудителя. Наибольшее количество вариаций выявлено в эволюционно «молодых» (эмерджентных) штаммах.

Обобщая сказанное, Игорь Мокроусов сказал, что разные штаммы возбудителя туберкулеза могут адаптироваться за счет мутаций в разных генах и даже внутри не самых «интересных» генотипов могут возникать опасные варианты. Он подчеркнул, что для адекватной оценки опасности штамма необходимо обращать внимание как на их патогеномные свойства, так и на миграционные потоки.

Игорь Мокроусов передал слово Татьяне Смирновой, заведующей отделом микробиологии в ЦНИИ туберкулеза. Ее доклад был посвящен молекулярно-генетической диагностике микобактериальных поражений и автоматизации тестирования. Она рассказала о том, как ПЦР пришла в диагностику инфекций. В России начали использовать ПЦР для выявления туберкулеза в 1995 году, а в 2014 году этот метод был определен как основной. ПЦР-анализ имеет множество преимуществ перед другими методами, в том числе высокие специфичность и чувствительность, возможность работать с любым типом клинического материала, безопасность и низкая стоимость.

Молекулярно-генетические методы во фтизиатрии применяются для решения следующих задач: выявление МБТК, выявление нетуберкулезных микобактерий (НТМБ), идентификация микобактерий до вида и определение лекарственной чувствительности (ЛЧ). На отечественном рынке широко представлены наборы для выявления МБТК с помощью ПЦР в реальном времени. Есть и системы для ПЦР с последующей гибридизацией с зондами. Гораздо хуже обстоят дела с системами для выявления НТМБ: они разработаны, но не регистрируются. В частности, ждет регистрации набор, созданный ЦНИИ туберкулеза совместно с компанией «Синтол». По словам Татьяны Смирновой, виной тому пандемия COVID-19 и приоритет регистрации для тест-систем на SARS-CoV-2. Похожая ситуация сложилась с системами для идентификации бактерий до вида. К счастью, зарегистрированы и доступны системы для определения ЛЧ.

Автоматизация ПЦР-диагностики уменьшает трудозатраты, увеличивает производительность лаборатории, снижает себестоимость теста и влияние человеческого фактора. В России первые автоматические станции для выделения ДНК микобактерий появились в 2011 году. Татьяна Смирнова особо отметила слабые места российской молекулярной диагностики туберкулеза, подчеркнув необходимость разработки новых отечественных приборов для автоматизации лабораторных процедур и тестов на лекарственную чувствительность к новейшим противотуберкулезным препаратам.

10–12 марта прошло совещание экспертов ВОЗ, на котором были разработаны новые требования к тест-системам для диагностики туберкулеза и определения лекарственной чувствительности. Предпосылкой к совещанию стали бурное развитие технологий в последние несколько лет и изменения в классификации противотуберкулезных препаратов и категоризации туберкулеза. Если тест-система будет соответствовать новым требованиям, она будет одобрена для применения во всем мире, но для локального использования такое одобрение не нужно.

Новые критерии делятся на две группы: минимальные и оптимальные. Минимальные — это критерии, которые должны быть выполнены, чтобы ВОЗ взяла в рассмотрение тест-систему. Так, минимальная диагностическая чувствительность системы для определения туберкулеза должна быть выше 80% при сравнении с двумя посевами; предел чувствительности системы для определения лекарственной чувствительности варьирует от 80% до 95% в зависимости от препарата; количество ручных манипуляций при работе с тест-системой должно быть не больше пяти, и так далее. По словам Татьяны Смирновой, на совещании много времени было уделено стоимости теста на лекарственную чувствительность. В итоге минимальные критерии предполагают, что тест должен быть не дороже 40–50$, оптимальные — не дороже 25$.

Следующей выступила Юлия Аляпкина, руководитель ПЦР-отдела компании «Синтол». Она рассказала о молекулярно-генетической технологии «Амплитуб» и ее внедрении в лаборатории для анализа МБТ и НТМБ.

В России для молекулярной диагностики туберкулеза используются в основном ПЦР-системы. Технология «Амплитуб» основана на ПЦР РВ и разрабатывается компанией «Синтол» при участии ЦНИИ туберкулеза и НМИЦ фтизиопульмонологии и инфекционных заболеваний. Эта технология уже внедрена в практику противотуберкулезной службы и содержит линейку наборов для решения всех задач, связанных с МБТ, начиная с первичной обработки клинического образца.

Технология «Амплитуб» состоит из трех этапов: подготовка образца, выделение ДНК и ПЦР РВ. Юлия Аляпкина подробно рассказала об основных наборах «Амплитуб». Набор для выявления и количественного анализа МБТ определяет наличие мультикопийной вставки IS6110 и гена regX3. Количественный анализ проводится по однокопийному гену regX3. Кроме того, по результатам ПЦР-РВ-теста можно оценить копийность IS6110 и получить первичное представление о штамме возбудителя. Предел обнаружения — 16 КОЕ/мл для штамма H37Rv.

Наборы «Амплитуб» для выявления устойчивости к рифампицину, изониазиду и фторхинолонам основаны на мультиконкурентная аллель-специфичной ПЦР РВ. В реакционную смесь добавлены не только стандартные, но и аллель-специфичные праймеры с флуорофорами и олигонуклеотид-гаситель. Наборы определяют 11 мутаций устойчивости к рифампицину, 6 мутаций устойчивости к изониазиду и 6 мутаций устойчивости к фторхинолонам.

Для выявления НТМБ по технологии «Амплитуб» создан скрининг-набор, который позволяет выявлять в одном образце ДНК МБТ и 18 видов НТМБ. Результаты испытаний системы опубликованы в журнале Tuberculosis. Кроме того, совместно с ЦНИИ туберкулеза разработан набор для видовой дифференциации НТМБ, нацеленный на 15 видов бактерий. Результаты испытания этого набора готовятся к печати.

В целом наборы «Амплитуб» демонстрируют высокую чувствительность и специфичность. Они пригодны и для автоматизированной работы. Из-за особенностей микобактерий эффективное выделение ДНК можно провести только многошаговым методом. Автоматизация в этом случае предпочтительнее, однако роботизированные станции должны обеспечивать чистоту и безопасность выделения. В технологии «Амплитуб» биобезопасность обеспечивается с помощью инактивирующего реагента А, который инактивирует микобактерии, сохраняя при этом интактной их ДНК. Проблема контаминации решается грамотным программированием станции и планированием рабочего стола.

Отвечая на вопросы после доклада, Юлия Аляпкина отметила, что проверить устойчивость к конкретному фторхинолону с помощью наборов «Амплитуб» нельзя. Дело в том, что мутации устойчивости общие для всех фторхинолонов.

После Юлии Аляпкиной выступил Данила Зименков, с. н. с. Центра высокоточного геномного редактирования и генетических технологий для биомедицины ИМБ РАН. Его доклад был посвящен генетике резистентности МБТ и молекулярным методам ее детекции. По словам Данилы Зименкова, эффективных противотуберкулезных препаратов очень мало, меньше двух десятков. Микобактерии могут демонстрировать кросс-резистентность, обусловленную механизмом действия препаратов или историей их применения.

В конце 2020 года ВОЗ поменяла определение ШЛУ. МЛУ — это устойчивость к препаратам 1 ряда (рифампицину и изониазиду). ШЛУ сейчас определяется как МЛУ плюс устойчивость к фторхинолонам, линезолиду и бедаквилину. Детерминанты устойчивости можно разделить на два типа: точечные замены в геноме либо полная инактивация гена.

Спикер подробно остановился на детерминантах устойчивости к некоторым препаратам. Рифампицин действует на бета-субъединицу РНК-полимеразы RpoB, устойчивость к нему связана с заменами в гене rpoB. Изониазид и этионамид ингибируют еноил-редуктазу InhA. Устойчивость к изониазиду дают точечные замены в гене каталазы-пероксидазы KatG, к этионамиду — мутации со сдвигом рамки считывания в гене монооксигеназы EthA, инактивирующие белок. Кроме того, резистентность к обоим препаратам обеспечивают точечные замены в промоторной области гена inhA. Генетические факторы МЛУ специфичны для регионов, поэтому молекулярные методы, нацеленные на ее определения, имеют разную чувствительность в разных географических областях.

Данила Зименков рассказал о технологии биологических микрочипов компании «Биочип-ИМБ», нацеленной на определение ЛЧ. Технология включает выделение ДНК, ПЦР-амплификацию, гибридизацию с зондами, регистрацию и полуавтоматический анализ результатов. В настоящее время в России зарегистрированы наборы для определения устойчивости к рифампицину и изониазиду; фторхинолонам; система «ТБ-Тест» для комплексного определения устойчивости к препаратам 1 и 2ряда и генотипирования; набор для сполиготипирования. Разработаны, но не зарегистрированы биочипы для идентификации МБТ и НТМБ («МИКО-Биочип»).

Система «ТБ-Тест» выявляет МЛУ и ШЛУ по дефинициям, принятым до конца 2020 года. Результаты валидации системы были опубликованы в 2016 году. Зименков отметил, что чем выше мультиплексность теста, тем ниже его аналитическая чувствительность.

Набор «МИКО-Биочип» изначально предназначался для определения 17 видов микобактерий. Однако при исследовании различных образцов с помощью набора обнаружилось еще 36 неизвестных гибридизационных профилей. Секвенирование участков ДНК показало, что в клинических образцах присутствуют незапланированные виды.

После доклада Игорь Мокроусов задал вопрос о том, сколько новых мутаций можно поместить на чип. Данила Зименков ответил, что мутаций на чип можно нанести много, однако не хочется увеличивать количество пробирок. Чем выше мультиплексность теста, тем больше пробирок потребуется для анализа. В настоящее время идет разработка чипа для определения штаммов Beijing. Такой анализ идет по тридцати ампликонам и требует четырех пробирок. Команда пытается сократить их количество до трех или двух. Так как ДНК возбудителя богата GC, при ПЦР ампликоны мешают друг другу.

После Данилы Зименкова выступила Юлия Микулович, н. с. в Центре стратегического планирования и управления медико-биологическими рисками здоровью ФМБА России, с докладом «Разработка набора для выявления резистентности к изониазиду и рифампицину». Она рассказала о наборе «АмплиТест МБТ-Резист-I» для определения мутаций лекарственной устойчивости с помощью ПЦР.

Микулович напомнила, что основные мутации — мишени для выявления устойчивости к препаратам 1 ряда — находятся в локусах rpoB, katG и inhA. Наиболее распространенная мутация, ассоциированная с устойчивостью к рифампицину, — замена S531L в rpoB. Устойчивость к изониазиду чаще всего обусловлена заменой S315T1 (AGC на ACC) в katG.

Юлия Микулович привела список тестов на устойчивость МБТ к изониазиду и (или) рифампицину, зарегистрированных на территории РФ и рассказала об их преимуществах и недостатках. Например, картриджная технология Xpert (Cepheid, США) отличается минимальной трудоемкостью, но имеет низкую производительность. Биочипы и ДНК-стрипы предназначены для мультиплексного анализа, но для них есть риск контаминации продуктами амплификации. ПЦР РВ работает на стандартном лабораторном оборудовании, но выявляет всего 17 мутаций. Поэтому есть потребность в наборе реагентов, который выявлял бы широкий спектр мутаций устойчивости к рифампицину и изониазиду, но при этом имел низкий риск контаминации продуктами ПЦР. Специалисты ЦСП ФМБА разработали такой набор на основе одноэтапной мультиплексной ПЦР РВ.

Набор «АмплиТест МБТ-Резист-I» рассчитан на проведение одновременно трех мультиплексных ПЦР РВ (тест в формате трех пробирок). В первых двух пробирках находятся праймеры и зонды для выявления мутаций в основных кодонах rpoB. В третьей пробирке детектируются мутации в katG и промоторе гена inhA. Тест адаптируется к приборам планшетного и роторного типа. Предполагается, что для интерпретации результатов будет использоваться специальное ПО.

«АмплиТест МБТ-Резист-I» рассчитан на тестирование образцов, в которых уже была обнаружена ДНК МБТ. При этом концентрация МБТ должна быть не ниже 103 ГЭ/мл. Для первичной проверки «АмплиТест МБТ-Резист-I» была создана панель образцов — фрагментов ДНК-мишеней, содержащих одну или несколько мутаций. Набор выявлял все мутации, представленные в панели. При тестировании набора на гетерологичных микроорганизмах неспецифические результаты отсутствовали. Не было их и при оценке работы набора на различных типах клинических образцов от пациентов с нетуберкулезными инфекциями.

Валидацию «АмплиТест МБТ-Резист-I» проводили на клинических изолятах МБТ и образцах от пациентов в сравнении с секвенированием и фенотипическими методами определения лекарственной чувствительности. При сравнении с секвенированием положительное соответствие результатов детекции мутаций в rpoB в разных типах клинических образцов составило 98,6%, отрицательное соответствие результатов — 98,8%. Для мутаций в katG и inhA эти показатели составили 96,0% и 100% соответственно. При сравнении с фенотипическими методами диагностическая чувствительность набора составила 100%, диагностическая специфичность — 95,1–95,7%.

Следующий спикер Вячеслав Журавлев, руководитель направления «Лабораторная диагностика» в Санкт-Петербургском НИИ фтизиопульмунологии Минздрава России, представил доклад «Клиническое значение молекулярных тестов во фтизиатрии». Он рассказал, что верификация диагноза «туберкулез» проводится с использованием морфологических, микробиологических и молекулярно-генетических методами. Если используются методы меньшей степени доказательности (например, лучевая диагностика и сбор общих фтизиатрических данных), диагноз считается вероятным, но не верифицированным.

Журавлев отметил, что на сегодня в диагностике туберкулеза верификация происходит чаще всего морфологическими методами, но их доказательность ниже, чем у молекулярно-генетических. Кроме того, для точной морфологической диагностики важна экспертность врача, но по-настоящему хороших специалистов-морфологов в России очень мало. Молекулярно-генетические методы не требуют экспертности для точной трактовки результата, поэтому необходимо внедрять их в клиническую практику.

Спектр молекулярно-генетических технологий, доступных в России, довольно широк, однако это не значит, что они доступны всем. Для того, чтобы любой пациент мог получить молекулярно-генетический тест, учреждения должны отдавать анализы на аутсорс в лаборатории более крупных медицинских центров.

Диагностика происходит по схеме преаналитика — аналитика — постаналитика, и ошибка на каждом этапе может привести к невалидному результату. Клиницисты и лабораторные специалисты должны четко понимать возможности каждого диагностического метода. Исследование бесполезно, если его выполнение не приводит к клиническому решению. По мнению Журавлева, врачу не может быть просто «интересно». Интерес должен иметь клиническое и экономическое обоснование. В настоящее время лабораторная служба выполняет большой объем ненужных исследований. Может быть и обратная ситуация: врач, не заинтересованный в получении результата, назначает заведомо неинформативное исследование, например, анализ слюны вместо анализа мокроты, если у пациента мокроты нет. Однако существуют методы индукции отделения мокроты. Более того, чтобы клинический материал был информативен, пациенту необходимо придерживаться определенного протокола его отбора, и об этом пациент должен услышать от врача.

По оценкам специалистов СПб НИИФ, из всех молекулярно-генетических технологий ПЦР РВ наименее затратная и наиболее чувствительная. Самая дорогая технология, GeneXpert, должна, по мнению Журавлева, использоваться только в том случае, когда промедление смерти подобно (например, при подозрении на септические состояния). То есть, ее место не в амбулаторных процедурах, а в больницах, ближе к реанимации.

Стандартная ПЦР РВ появилась во фтизиатрии достаточно давно. Чувствительность ПРЦ РВ при анализе операционного материала составляет 87,1%, и это лучший показатель среди всех лабораторных методов. Не стоит забывать, что люфт в 12,9% дает морфологическая диагностика, которую используют в качестве референтной.

В настоящее время заболеваемость туберкулезом снижается, но вместе с тем туберкулез и микобактериальные инфекции уходят в группы соматического и эпидемиологического риска. Именно при работе с этой группой населения необходимо использовать современные методы диагностики.

Владимир Журавлев затронул проблему БЦЖ-ассоциированных поражений. Частота таких случаев невелика, но стабильна. Раньше считалось, что БЦЖ-ассоциированные поражения связаны с техникой введения вакцины, однако сейчас обследование детей с такими поражениями приводит к выявлению иммунодефицитов. При этом альтернативы молекулярно-генетическим методам в диагностике и верификации БЦЖ-ассоциированных поражений нет.

Журавлев подчеркнул необходимость правильно оценивать аналитические характеристики тест-систем, которые могут меняться в зависимости от типа образца. Важен и выбор диагностического материала. Например, венозную кровь нельзя использовать для диагностики туберкулеза.

Владимир Журавлев рассказал о том, что возможны «микстовые» поражения, то есть поражения одновременно МБТ и НТМБ. В таких случаях гибридизация на стрипах работает некорректно и выявление ЛУ невозможно. Еще одна проблема ЛУ — невозможность охватить тестом все приводящие к ней мутации. Если мутации не обнаруживаются, это не значит, что ЛУ нет, это говорит об ограничениях тест-системы, о которых должен знать клиницист. Более того, регулярно появляются публикации о новых мутациях, которые не определяются существующими тестами.

ПЦР-исследование материала, полученного после эндоскопии, может давать ложноположительные результаты из-за загрязнения эндоскопов. Моющие растворы содержат вещества, направленные на денатурацию белка, но не на разрушение нуклеиновых кислот.

Последним выступил Олег Огарков, заведующий отделом эпидемиологии и микробиологии, Научного центра проблем здоровья семьи и репродукции человека (Иркутск) с докладом «Микробиота и биопленки при туберкулезе легких». В последнее время его лаборатория занимается влиянием микробного состава туберкулезного очага на протекание инфекционного процесса.

M. tuberculosis — самый успешный бактериальный патоген, известный в виде моноинфекции. Однако в природных сообществах, в том числе в организме человека, микробы существуют не по отдельности, а в комплексах. При организации комплексов микробы формируют сначала двухмерный, а потом трехмерный каркас — биопленку. M. tuberculosis может формировать поверхностную биопленку (pellicle) на искусственных питательных средах. При этом на одном косяке, засеянном клиническим изолятом M. tuberculosis, могут быть колонии, образующие и не образующие биопленки. Это явление, возможно, отражает жизненный цикл биопленки, то есть в разных локусах легких пациента протекают процессы, связанные как с началом ее формирования, так и с распадом.

Однако предположение о формировании биопленок при туберкулезе расходится с принятыми представлениями о его патогенезе, согласно которым возбудитель размножается исключительно внутриклеточно. В 2014 году американский патолог Ян Орм сформулировал новую теорию: внутриклеточная фаза микобактерий, возможно, не единственная и не самая продолжительная в туберкулезном процессе. По мнению Орма, основные патогенетические процессы связаны с внеклеточной стадией. Он обнаружил в легких микроскопические структуры, подобные биопленкам.

Олег Огарков рассказал о феномене, на который врачи-фтизиатры обращают мало внимания: по данным ПЦР-анализа, в очагах туберкулеза может не быть ДНК микобактерий. Такой анализ проводился для иссеченных туберкулом. Команда Олега Огаркова предположила, что внутри туберкулом происходит сукцессия: виды со временем сменяют друг друга. В казеозных массах, формирующих туберкулому, преобладают липиды — трудноусваиваемый субстрат для микробов. Значит, микроорганизмы должны кооперироваться для совместной переработки субстрата. Внесение антибиотиков также способствует кооперации. Так, в лабораторных экспериментах с совместным культивированием бациллы, устойчивые к канамицину, способствовали выживанию микобактерий.

Группа Олега Огаркова одной из первых в мире провела полногеномное секвенирование четырнадцати туберкулом с высоким разрешением. С помощью биоинформатических методов ученые отделили бактериальные риды от человеческих и оценили долю бактерий в казеозных массах. Она составила около 1%. Это говорит об отсутствии в туберкуломах протяженной бактериальной биопленки.

При этом ученые обнаружили более 100 семейств различных грамотрицательных и грамположительных бактерий, в том числе Mycobacteriaceae, Staphylococcaceae, Pseudomonadaceae, Eggerthellaceae, Pasteurellaceae и Acetobacteraceae. Микобактерии преобладали только в пяти случаях.

По словам Олега Огаркова, полученные результаты требуют осмысления, а пока на их основе сделаны промежуточные выводы о микробном сообществе легких при туберкулезе. В частности, ученые считают, что микробиота туберкулезного очага на начальных этапах формируется случайным образом, крупные биопленки в туберкуломах отсутствуют, а элиминация микобактерий в туберкулезных очагах приводит к их замещению другими патогенными микробами.

После доклада Данила Зименков и Олег Огарков обсудили особенности выделения бактериальной ДНК при подготовке к секвенированию. Зименков отметил, что процедуры выделения ДНК для грамотрицательных, грамположительных и микобактерий различаются, и при использовании единого протокола результат может быть искажен. Однако Огарков подробно рассказал о том, как осуществлялась процедура, подчеркнув, что они имели дело скорее с разрушенными, чем с живыми клетками.

Игорь Мокроусов поинтересовался у спикеров, близких к клинике, учитываются ли генотипы возбудителя при лечении больных. Татьяна Смирнова ответила, что генотип не учитывается, используются только данные о ЛУ. Однако врачи имеют его в виду, так как генотип связан с наиболее вероятным типам ЛУ. Олег Огарков добавил, что лечение туберкулеза в России жестко зарегулировано, и врач не может отходить от инструкции при получении новых данных. Однако не исключено, что в будущем ПЦР-тестирование уступит место полногеномному секвенированию.

Спикеры также обсудили, как новая дефиниция ШЛУ скажется на категоризации больных в специализированных учреждениях и на интерпретацию старых публикаций. В ближайшее время российские клинические рекомендации будут обновлены в соответствии с рекомендациями ВОЗ.

ПРОГРАММА ВЕБИНАРА

Добавить в избранное

Вам будет интересно