Лабораторные лайфхаки

Во сколько раз можно разводить коммерческие наборы для секвенирования, какие зубочистки использовать для посева бактерий, как использовать агарозный гель много раз, зачем загонять в пипетку сигаретный фильтр и многое другое — в тексте, который нам помогли сделать действующие научные сотрудники.

Художник:
Наталья Дюкова

Идея этого текста — написать о том, как в разных лабораториях улучшают то, что и без улучшений работает. То есть какие-то удобства, изобретенные нашими левшами и кулибиными на месте, сверх стандартных протоколов. Я совсем не был уверен, что смогу набрать хоть сколько-нибудь лайфхаков, поскольку работать в последние годы действительно стало очень удобно: коммерческие предложения есть на любой вкус, а сами производители оборудования и расходников внимательно мониторят идеи.

Банальные вещи типа «помыть одноразовый пластик», я отбросил сразу, хотя с удивлением обнаружил, что многие до сих пор моют. Стесняются, но моют. Также я отбросил высокое искусство, доступное гениям инженерной мысли. Так что мы не будем рассказывать, как изготовить термоциклер на основе блока цилиндров двигателя танка Т-72, хотя первый амплификатор, который увидел автор, был именно таким (и по нынешним грозным временам, идея неплохая).

Я обратился к знакомым с просьбой рассказать о довольно простых лайфхаках, доступных пониманию среднего аспиранта. Судите сами, что получилось.

В процессе изготовления этого текста в редакции появилась идея сделать его дополняемым. Если у вас есть интересные способы улучшения лабораторной жизни, просим писать на редакционную почту: editor@pcr.news. Приветствуем и обсуждение недостатков или ошибок уже описанных лайфхаков. Можно писать анонимно или нет — по вашему желанию.

Обязательная оговорка: практически все перечисленные лайфхаки годятся для научной работы, но ни в коем случае не должны применяться для лабораторной диагностики, где все нужно делать строго по протоколу. И в фундаментальной науке мы не призываем к бездумным нарушениям протокола или экономии ради экономии. Если лайфхак ухудшает результаты, это неправильный лайфхак.

 

1. Наборы для секвенирования по Сенгеру можно разбавлять в несколько раз без потери качества эксперимента. Производители делают киты с большим запасом, но при этом поставляют и буфер без активных компонентов, которым и можно разводить смесь.

Так, наши источники сообщают, что наборы BigDye Direct Sanger Sequencing Kit успешно используются при 10-кратном разведении (смесь изначально содержит буфер, dNTP, флуоресцентно-меченые ddNTP и полимеразу).

2. Таким же образом, используя буфер, можно разводить зонды для флуоресцентной гибридизации in situ (FISH) — меченые фрагменты ДНК (так, наборы Abbott коллеги разводили в четыре раза). Третий метод, где возможно применить разведение коммерческих китов — конъюгированные с флуорохромом антитела для иммунофенотипирования.

Как и в случае с секвенированием, это существенно уменьшает расходы на лабораторную работу. Но, как и в случае с секвенированием, не существует общих рецептов и сводных таблиц для всех смесей всех производителей, позволяющих сказать, что «набор такой-то можно разводить в 10 раз, а такой-то только в 5). «Это определяется опытным путем и зависит от жадности производителя», — так характеризовали оптимизацию наши источники.

И напомним, что есть еще одна разновидность подобной экономии — уменьшить объем реакционной смеси.

3. Два способа рециклирования агарозных гелей. Оба подходят для ленивых исследователей, которые не любят возиться с приготовлением свежего геля из порошка. «Ученый должен быть ленив», — говорил мне мой первый шеф в Институте белка, тот самый, который заказал на военном заводе амплификатор из двигателя танка.

Первый: после использования вытряхнуть из кюветы в колбу и расплавить на плитке или в микроволновой печи. Предварительно можно вырезать использованную дорожку, но совершенно необязательно — фрагменты и краска после плавки равномерно размажутся по всему гелю, чуть увеличив фон.

Второй: взять коробочку из-под носов или другую удобную посуду, туда налить буфер для геля и поместить в него использованный гель. Положить коробочку в холодильник. Через пару дней вся ДНК диффундирует в буфер, и гель можно использовать повторно. Недостаток в том, что где-то через месяц гель все-таки становится менее прозрачным, и приходится делать новый.

4. Капиллярам генетических анализаторов, в которых происходит разделение фрагментов ДНК, можно продлить срок службы. Делается это за счет промывки несколькими буферами: вставляем отработанный капилляр в переходник к мощному насосу, после чего моем буфером. В отличие от обычной рабочей промывки, мощный насос уберет фон. Попробуйте использовать плунжерный насос для хроматографии. Основной проблемой станет изготовление переходника от насоса к капилляру.

Наши источники утверждают, что эту процедуру можно проделать, например, со всей линейкой анализаторов Applied Biosystems.

5. Экстракция ДНК из полиакриламидного геля — если заморозить-разморозить гель несколько раз перед экстракцией, выход повышается, поскольку гель разбивается на мельчайшие фрагменты.

6. Если вам срочно нужна сыворотка для выращивания культуры клеток, а в морозильной камере пусто, смело берите кровь у сотрудников. Открутить на центрифуге на малых оборотах, отобрать верхний прозрачный слой, простерилизовать через фильтры 0,22 мкм, разлить на аликвоты в стерильных условиях, заморозить на -20 °С.

Аналогично можно использовать плазму для отрицательного контроля, например, при инфекционных исследованиях. «А что такого? Мы все время сдаем кровь — сообщил один из источников. — Да и не только. Слюну, например, обычное дело». (Нужно помнить, что сам сотрудник не должен быть носителем.)

7. При проведении ПЦР на планшетах для осаждения смеси используют планшетные центрифуги. Однако того же эффекта можно добиться, стряхивая планшет под определенным углом. В данном случае важна некоторая ловкость и тренировка.

8. Если загрузка амплификатора для ПЦР не сбалансирована — допустим, вы поставили одну пробирку на 0,2 с реакционной смесью в центр блока — то крышка амплификатора может погнуть пробирку. Чтобы избежать этого, нужно поставить справа и слева пустые стрипы с пробирками по 8 штук.

Производители об этом напоминают в инструкциях, вот например, такое напоминание из инструкции к амплификаторам Bio-Rad: «…Всегда обеспечивайте сбалансированность системы. Например, при использовании одного стрипа в левой части блока, устанавливайте в правой части стрип с пустыми пробирками (с крышками) для обеспечения равномерности давления, создаваемого нагретой крышкой». Однако пользователи об этом часто забывают.

9. При использовании наконечника к пипеткам на 5 мл можно случайно залить жидкостью кончик пипетки. «Мы используем носы без фильтров, поскольку они дешевле, а главное — забор смеси идет быстрее, — рассказывает коллега. — Залить пипетку можно, если слишком резко отпустить поршень, либо бывает такое, что пипетируешь что-то пенящееся». И после каждого такого случая нужно чистить пипетку.

Чтобы этого избежать, люди вставляют в пипетку фильтр от сигареты, который после загрязнения можно быстро поменять: «К пипеткам на 5 мл идеально подходят фильтры обычных сигарет, а к некоторым пипеткам на миллилитр — от тонких».

 Аккуратно берем фильтр пинцетом...


 ...и помещаем в пипетку.


10. Раствор антител в разведенном виде можно уверенно использовать повторно после первого эксперимента. Например, если вы уже провели вестерн-блот, соберите пипеткой оставшиеся растворы и первичных, и вторичных антител. Они довольно стабильны и могут храниться до следующего эксперимента. Тот же рецепт годится и при проведении иммуногистохимических или иммуноцитохимических исследований.

Важно помнить, что эксперименты не должны предполагать возможности какой-либо кросс-контаминации.

11. При трансфекции эукариотических клеток с помощью липофильных реагентов во многих случаях последних нужно вдвое, а то и втрое меньше, чем написано в протоколе производителя. В отличие от описанных выше способов разведения наборов для секвенирования и различных зондов, уменьшение количества липофильного реагента имеет и другой смысл помимо простой экономии. Дело в том, что в высоких концентрациях они часто токсичны для клеток. «Так что чем меньше, тем реально лучше», — говорят коллеги.

12. Если чего-то нужно мало, то можно попросить у поставщика пробники. Очень удобно набирать их на выставках: «Я год назад взяла пробник ДНК-полимеразы Q5 у SkyGen, до сих пор пользуюсь».

13. Если вам нужно вскрыть кишечник мыши, например, для забора клеток, то мышь лучше ее не кормить несколько часов до вскрытия. Иначе мы получаем резкий неприятный запах.

14. При химической трансформации бактерий с помощью хит-шока можно опустить большинство стадий в методике непосредственно после хит-шока. То есть: по протоколу размораживаем компетентные клетки, добавляем плазмиду, помещаем на 42° на минуту, но после этого сразу высеваем на среду. В случае с E.coli колонии обычно прекрасно вырастают. (Если будут проблемы — повторить уже по прописи.)

15. Бывает так, что культура эукариотических клеток зарастет бактериями, а она вам дорога. В этом случае ее можно вылечить антибиотиками. Поскольку вы не знаете, какая именно устойчивость у той бактерии, что у вас завелась, можно рекомендовать применить сразу несколько антибиотиков в низких дозах, например: ампициллин, спектиномицин, канамицин. Среду менять ежедневно до полного исчезновения бактерий.

16. Зубочистки и носики для пипетки многим удобнее для микробиологических посевов, чем шпатели и петли, сообщают наши респонденты. Они вполне подходят для посевов на селективных средах, то есть не дают контаминации.

Обязательно нужно следить за тем, чтобы не применять зубочистки с дополнительными свойствами, например, антибактериальные, или ментоловые.

Добавить в избранное

Вам будет интересно